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Aug 05, 2023

A viscosidade do fluido extracelular aumenta a migração celular e a disseminação do câncer

Nature volume 611, páginas 365–373 (2022) Citar este artigo

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As células respondem a estímulos físicos, como rigidez1, tensão de cisalhamento de fluido2 e pressão hidráulica3,4. A viscosidade do fluido extracelular é um sinal físico chave que varia sob condições fisiológicas e patológicas, como o câncer5. No entanto, sua influência na biologia do câncer e o mecanismo pelo qual as células detectam e respondem a mudanças na viscosidade são desconhecidos. Aqui demonstramos que a viscosidade elevada contra-intuitivamente aumenta a motilidade de vários tipos de células em superfícies bidimensionais e em confinamento, e aumenta a disseminação celular de esferóides tumorais tridimensionais. O aumento da carga mecânica imposta pela viscosidade elevada induz uma rede densa de actina dependente do complexo de proteína 2/3 (ARP2/3) relacionada à actina, que aumenta a polarização do trocador Na+/H+ 1 (NHE1) por meio de seu parceiro de ligação à actina ezrin. O NHE1 promove o inchaço celular e aumenta a tensão da membrana, que, por sua vez, ativa o potencial receptor transitório vanilóide 4 (TRPV4) e medeia o influxo de cálcio, levando ao aumento da contratilidade celular dependente de RHOA. A ação coordenada da remodelação/dinâmica da actina, o inchaço mediado por NHE1 e a contratilidade baseada em RHOA facilitam o aumento da motilidade em viscosidades elevadas. Células de câncer de mama pré-expostas a viscosidade elevada adquirem memória mecânica dependente de TRPV4 por meio do controle transcricional da via Hippo, levando ao aumento da migração em peixe-zebra, extravasamento em embriões de galinha e colonização pulmonar em camundongos. Cumulativamente, a viscosidade extracelular é um sinal físico que regula os processos celulares de curto e longo prazo com relevância fisiopatológica para a biologia do câncer.

A migração celular é essencial para uma variedade de processos fisiopatológicos, como desenvolvimento, homeostase tecidual, vigilância imunológica e metástase de câncer. Embora as forças mecânicas decorrentes das interações célula-substrato e o fluido circundante tenham mostrado regular o comportamento da migração celular6,7,8, o efeito de viscosidades extracelulares fisiologicamente relevantes na função celular permanece obscuro. Até o momento, a maioria dos ensaios funcionais celulares in vitro, incluindo motilidade, são realizados em meio com viscosidade próxima à da água (0,7 centipoise (cP) a 37 °C). No entanto, a viscosidade do líquido intersticial varia até 3,5 cP (ref. 9) e pode ser ainda aumentada por macromoléculas, como as mucinas, secretadas não apenas por células epiteliais residentes em vários tecidos, mas também por células tumorais10. O crescimento do tumor primário pode comprimir os vasos linfáticos e comprometer a drenagem11, levando ao acúmulo de macromoléculas ao longo do tempo. A degradação elevada da matriz extracelular nos locais do tumor também exacerba o apinhamento macromolecular12, o que pode aumentar ainda mais a viscosidade do fluido intersticial13. Notavelmente, a viscosidade fisiológica do sangue total varia entre 4 e 6 cP, podendo exceder 8 cP durante anormalidades patológicas14.

Pesquisas anteriores mostraram que viscosidades suprafisiológicas (≥40 cP) aumentam a motilidade do carcinoma e células normais em superfícies bidimensionais (2D)15,16. Isso é bastante contra-intuitivo, pois a viscosidade diminui o movimento das partículas nos fluidos. No entanto, as principais questões fundamentais e translacionais permanecem sem resposta, incluindo como as células percebem a sugestão física de viscosidade extracelular elevada, ainda que fisiologicamente relevante; se a viscosidade elevada altera o fenótipo celular e os mecanismos subjacentes de locomoção celular; como o citoesqueleto coopera com canais iônicos e transportadores para mediar a migração eficiente em viscosidades elevadas; se a motilidade mais rápida observada in vitro se traduz na configuração in vivo e, em caso afirmativo, se a exposição celular à viscosidade elevada afeta a metástase do câncer.

Para investigar os efeitos do aumento da viscosidade do fluido extracelular na função celular in vitro, incorporamos as quantidades de 65 kDa metilcelulose no meio de cultura celular necessárias para obter meios com viscosidades variando de 0,77 cP (0%) a 8 cP (0,6%) a 37 °C sem alterar apreciavelmente a osmolaridade do meio (Dados Estendidos Fig. 1a,b). Usando células de câncer de mama MDA-MB-231 como modelo, descobrimos que a velocidade de migração dentro dos canais de confinamento baseados em polidimetilsiloxano (PDMS) (largura × altura = 3,5 × 10 µm2)17 (dados estendidos Fig. 1c) aumentou com o aumento da viscosidade extracelular , atingindo um pico em 5–8 cP (Fig. 1a). Meios com uma viscosidade elevada (8 cP) usando macromoléculas biologicamente inertes alternativas, como dextrano (500 kDa)2 e polivinilpirrolidona K-90, também suportam motilidade mais rápida (dados estendidos Fig. 1d–f), enquanto dextrano de baixa massa molecular (6 kDa), usado em molaridade semelhante (~1,95 µM) a 500 kDa de dextrano, não potencializou a migração confinada (Dados Estendidos Fig. 1g). Esses dados revelam que a elevada viscosidade do fluido extracelular aumenta a migração de células MDA-MB-231 em confinamento independente da natureza das macromoléculas. Velocidades de migração aumentadas em viscosidades elevadas também foram observadas usando diferentes células tumorais (células metastáticas cerebrais MDA-MB-231-BrM2 derivadas de câncer de mama (doravante BrM2)18, carcinoma de mama SUM15919 e osteossarcoma humano (HOS)) e células não cancerosas ( fibroblastos humanos normais e células musculares lisas da aorta humana (hAOSMCs)) (Fig. 1b).

 0.96. The x axis is discontinued between 0.25 and 0.75 to highlight differences at the cell edges. n, Confined migration speeds of SC versus ARP3/ARPC4 double-knockdown cells (n = 90) from 3 experiments. For e, g, j and n, data are mean ± s.d. Unless otherwise indicated, statistical comparison was performed with respect to 0.77 cP. Statistical analysis was performed using Kruskal–Wallis tests followed by Dunn's test (a and n), Mann–Whitney U-tests (BrM2 only) or unpaired t-tests after log-transformation (other cells) (b), unpaired t-tests (e, g and j) and two-way analysis of variance (ANOVA) followed by Šidák's test (h and m). Scale bars, 250 μm (c), 50 μm (d), 25 µm (f, white), 3 µm (f, red), 10 µm (h), 2 µm (i), 20 µm (l). The cell model was MDA-MB-231 unless otherwise indicated. *P < 0.05, **P < 0.01, ***P < 0.001, ****P < 0.0001./p>5 nuclei./p>8 data points, the D’Agostino–Pearson omnibus normality test was used to determine whether data were normally distributed. Datasets with Gaussian distributions were compared using two-tailed Student's t-tests and one-way ANOVA followed by Tukey's post hoc test. For log normal distribution, statistical comparison was made after logarithmic transformation of the data followed by unpaired two-tailed Student's t-tests or one-way ANOVA followed by Tukey's post hoc test. For non-Gaussian distributions, nonparametricMann–Whitney U-tests were used comparing two conditions, and comparisons for more than two groups were performed using Kruskal–Wallis tests followed by Dunn's multiple-comparison test. Select experiments were analysed using two-way ANOVA followed by Šidák's or Tukey's multiple-comparisons test. Analysis was performed using GraphPad Prism 7, 8 or 9 (GraphPad Software). P < 0.05 was considered to be statistically significant; *P < 0.05, **P < 0.01, ***P < 0.001, ****P < 0.0001. The exact sample size, number of replicates, P values and statistical tests performed are provided in Supplementary Information 5–19./p>

 200 cells per ROI imaged, for ≥6 ROIs from 2 experiments. l, Cell entry time in confining channels at the indicated viscosities. Data represent the mean ± s.d. for n = 52 cells from 3 experiments. Tests performed: Kruskal-Wallis followed by Dunn's multiple comparisons (e–g), unpaired t-test (i), and after log transformation of data (h,l), and two-way ANOVA followed by Šidák's multiple comparisons (j,k)./p>

 450 events in 20 cells per condition imaged over 3 experiments. h, (Top) Snapshots of confocal micrographs of Lifeact-GFP-expressing MDA-MB-231 cells on 2D at 0.77 cP and 8 cP. The dashed yellow lines are used for kymographs at the bottom. At 0.77 cP, the leading edge extends and contracts rapidly as indicated by the "spikes" in the kymograph (red arrowheads). At 8 cP, the leading edge has slow yet persistent growth (yellow arrowhead) with occasional retraction events (red arrowhead). White bars: 10 µm; for kymographs, black horizontal bar: 5 µm and vertical bar: 30 s. i, Representative time-lapse confocal image sequence of PA-GFP fused actin dynamics after it is activated at the interior of cells on 2D. Red "X" symbols indicate points of UV excitation. Scale bar: 25 µm. j,k, Uninterrupted protrusion growth rate (j) and retrograde actin flow rate (k) in β-actin-mRFP-PAGFP-expressing MDA-MB-231 cells on 2D at 0.77 and 8 cP. Data are mean ± s.d. for n≥ 36 cells from 3 experiments. Tests performed: Two-way ANOVA followed by Šidák's multiple comparisons (b,c), Kruskal-Wallis followed by Dunn's multiple comparisons (d,e), Mann Whitney test (j), and unpaired t-test (k). Images are representative of 3 (a,h,i) experiments./p>

 0.05 for all time points between 0.77 and 8 cP for SC versus dual shMIIA/MIIB (m) and vehicle versus Y27632 (n). o,p, (Left) Confocal images showing the spatial localization of MIIA-GFP in cells migrating on 2D at 0.77 and 8 cP (o) or 8 cP only in the presence of vehicle control or Y27632 (p). (Right) Intensity profile along dashed red line in corresponding images. Intensity was normalized to the highest intensity along the scan. Scale bars: 10 µm. q–t, Retrograde actin flow rate (q) and uninterrupted protrusion growth rate (s) in wild-type cells expressing β-actin-mRFP-PAGFP on 2D at 8 cP in the presence of vehicle control, Y27632, GSK 2193874 (GSK2) or CK666. Similar measurements were made for SC and shMIIA cells (r,t). Data are mean ± s.d. for n≥21 cells from ≥2 experiments. Tests performed: Mann Whitney test (a,b,r), unpaired t-test (c) and after log transformation (t), Kruskal-Wallis followed by Dunn's multiple comparisons (e,k,q,s), one-way ANOVA followed by Tukey's multiple comparisons (f), one-way ANOVA followed by Tukey's between segments in each group (h), and two-way ANOVA followed by Tukey's multiple comparisons (m,n). Images in i,o,p are representative of 2 and in g of 5 biological replicas. Cell model: MDA-MB-231./p>

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